Hemoplazmoza kotów

Hemoplazmoza kotów to zakaźna choroba erytrocytarna wywoływana przez hemotroficzne mykoplazmy – epierytrocytarne bakterie z grupy Mycoplasma haemofelis, Candidatus Mycoplasma haemominutum i Candidatus Mycoplasma turicensis. Może prowadzić do ciężkiej niedokrwistości hemolitycznej, szczególnie u kotów immunosupresowanych lub współzakażonych.

Rys historyczny i taksonomia

Czynnik etiologiczny hemoplazmozy kotów był opisywany od lat 40. XX wieku pod nazwą Haemobartonella felis – epierytrocytarnego pasożyta barwionego metodą Giemsy, widocznego na powierzchni erytrocytów w rozmazach krwi. Rewizja taksonomiczna oparta na analizie sekwencji genu 16S rRNA doprowadziła w 2002 roku do reklasyfikacji tego organizmu do rodzaju Mycoplasma.

Obecnie wyróżnia się trzy główne gatunki hemotropowych mykoplazm patogennych dla kotów: Mycoplasma haemofelis (dawny duży typ H. felis), Candidatus Mycoplasma haemominutum (dawny mały typ) oraz Candidatus Mycoplasma turicensis. Różnią się one patogennością, morfologią i rozmieszczeniem geograficznym.

M. haemofelis jest uznawana za najbardziej patogenny gatunek – wywołuje najcięższe postacie niedokrwistości hemolitycznej. Ca. M. haemominutum jest szeroko rozpowszechniony i najczęściej wykrywany, jednak zazwyczaj wywołuje łagodniejszy przebieg kliniczny. Ca. M. turicensis jest najmniej poznany i rzadziej izolowany.

Etiologia

Hemotropowe mykoplazmy kotów należą do klasy Mollicutes, rodziny Mycoplasmataceae. Są to drobne, gram-ujemne bakterie pozbawione ściany komórkowej, o wielkości 0,3-0,8 μm, widoczne w mikroskopii świetlnej jako drobne pierścienie, kropki lub pałeczki na powierzchni erytrocytów.

Organizmy te są obligatoryjnymi epierytrocytarnymi pasożytami – przyczepiają się do błony erytrocytów za pomocą specyficznych białek adhezyjnych, nie penetrując do wnętrza komórki. Ta lokalizacja powierzchniowa odróżnia je od Bartonella (wewnątrzkomórkowe) i decyduje o mechanizmach immunologicznego niszczenia erytrocytów.

Brak hodowli in vitro hemotropowych mykoplazm jest istotnym ograniczeniem badawczym i diagnostycznym – organizmy te nie rosną na sztucznych podłożach, dlatego diagnostyka opiera się wyłącznie na metodach molekularnych i mikroskopowych. Właściwości metaboliczne tych bakterii pozostają częściowo nieznane.

Epidemiologia

Hemoplazmoza kotów ma zasięg globalny – opisywana jest na wszystkich kontynentach, z różną częstością w zależności od regionu geograficznego i populacji badanych kotów. Badania serologiczne zastąpiono metodami molekularnymi (PCR), które znacznie precyzyjniej odzwierciedlają rzeczywistą prewalencję zakażeń.

Seroprewalencja Ca. M. haemominutum w Europie wynosi 14-34%, natomiast M. haemofelis wykrywana jest u 1-11% kotów w różnych badaniach. W Polsce przeprowadzono dotychczas ograniczoną liczbę badań populacyjnych, jednak wyniki wskazują na analogiczne wzorce do innych krajów europejskich.

Wyższe odsetki zakażeń obserwuje się u samców, kotów nieukastrowanych, wychodzących na zewnątrz oraz przebywających w środowiskach wielokotkowych (schroniska, hodowle). Koty z chorobami towarzyszącymi – szczególnie zakażone FIV lub FeLV – wykazują wyższe odsetki zakażeń i cięższy przebieg kliniczny.

Wektory i drogi przenoszenia

Dokładny mechanizm transmisji hemotropowych mykoplazm kotów nie został w pełni wyjaśniony. Za główny wektor uznawana jest pchła kocia (Ctenocephalides felis) – badania wykazały obecność DNA hemoplazm w pchłach oraz zdolność eksperymentalnego przeniesienia zakażenia za ich pośrednictwem.

Istotną rolę przypisuje się również kleszczom z rodzaju Ixodes i Rhipicephalus oraz wszodziom – opisywano ich naturalną infestację hemoplazmatyczną, choć rola jako wektora kompetentnego wymaga dalszych badań. Transmisja przez ugryzienia i zadrapania między kotami jest prawdopodobna, co wyjaśnia wyższe odsetki zakażeń u kotów agresywnych i wychodzących.

Transmisja wertykalna (z matki na potomstwo) była opisywana eksperymentalnie i klinicznie – kocięta urodzone przez zakażone matki mogą wykazywać zakażenie hemoplazmatyczne przy urodzeniu lub w pierwszych tygodniach życia. Przetaczanie krwi od zakażonych dawców jest udokumentowaną drogą jatrogennej transmisji, co ma istotne implikacje dla bankowania krwi i transfuzjologii weterynaryjnej.

Patogeneza

Po wniknięciu do organizmu kota hemotropowe mykoplazmy przyczepiają się do powierzchni erytrocytów za pomocą białek adhezyjnych. Obecność mikroorganizmów na powierzchni erytrocytów wyzwala odpowiedź immunologiczną – układ odpornościowy rozpoznaje zakażone krwinki jako obce i produkuje przeciwciała (IgM, IgG) skierowane przeciwko zmienionej powierzchni erytrocytów.

Prowadzi to do pozanaczyniowej i wewnątrznaczyniowej hemolizy – zakażone erytrocyty są fagocytowane przez makrofagi śledziony i wątroby (hemoliza pozanaczyniowa) lub niszczone bezpośrednio w łożysku naczyniowym (hemoliza wewnątrznaczyniowa). Mechanizm immunologiczny jest więc dominującym, a nie bezpośrednie niszczenie erytrocytów przez bakterię.

Nasilenie niedokrwistości zależy od statusu immunologicznego kota, gatunku hemoplazmy i poziomu bakteriemii. Infekcja M. haemofelis wywołuje zazwyczaj znacznie cięższe postacie hemolityczne niż Ca. M. haemominutum. U kotów immunokompetentnych choroba może przebiegać bezobjawowo lub z łagodną, przejściową niedokrwistością, po której następuje faza nosicielstwa.

Objawy kliniczne

Obraz kliniczny hemoplazmozy jest zmienny i zależy od gatunku patogenu, statusu immunologicznego i ewentualnych chorób współistniejących. Wyróżnia się cztery fazy przebiegu zakażenia M. haemofelis: fazę prepatentną (1-3 tygodnie po zakażeniu), ostrą, remisji i nosicielstwa.

W fazie ostrej obserwuje się:

• Niedokrwistość hemolityczną – bladość błon śluzowych, żółtaczka, osłabienie
• Gorączkę (39,5-41°C) i anoreksję
• Splenomegalię – znaczne powiększenie śledziony palpowalne w badaniu fizykalnym
• Tachykardię i tachypnoe – wynikające z kompensacyjnej odpowiedzi układu krążenia na hipoksję
• Hemoglobinurię – brunatne zabarwienie moczu przy hemolizie wewnątrznaczyniowej

W ciężkich przypadkach, szczególnie u kotów z FIV lub FeLV, może dojść do zapaści krążeniowej, głębokiej anemii (hematokryt < 10%) i śmierci bez szybkiej interwencji medycznej. U kotów z Ca. M. haemominutum i Ca. M. turicensis przebieg jest zazwyczaj łagodniejszy, a niedokrwistość – subkliniczna lub łagodna.

Faza nosicielstwa po wyzdrowieniu może trwać całe życie – koty wyglądają klinicznie zdrowo, jednak DNA hemoplazmy jest wykrywalne metodą PCR. Stres, choroby współistniejące lub immunosupresja mogą prowadzić do reaktywacji i nawrotu objawowej choroby.

Diagnostyka laboratoryjna

Podstawowym badaniem laboratoryjnym jest morfologia krwi z rozmazem – wykazuje normocytarną lub makrocytarną niedokrwistość regeneratywną (wzrost retikulocytów), niekiedy niedokrwistość nieregeneratywną w fazie wczesnej. W rozmazie barwionym metodą Diff-Quik lub Giemsy można uwidocznić mikroorganizmy na powierzchni erytrocytów jako drobne, okrągłe lub pałeczkokształtne ciałka.

Czułość badania rozmazu jest jednak niska (25-50%) ze względu na cykliczne wahania bakteriemii, artefakty barwienia oraz małe rozmiary organizmów. Wynik ujemny rozmazu nie wyklucza hemoplazmozy. Dodatkowe nieprawidłowości w morfologii obejmują: autoaglutynację erytrocytów, sferocytozę, podwyższony hematokryt retikulocytarny oraz trombocytopenię.

W biochemii surowicy stwierdza się hiperbilirubinemię (wzrost bilirubiny całkowitej i niezwiązanej), wzrost aktywności LDH, niekiedy podwyższoną aktywność ALT i AST wynikającą z niedotlenienia wątroby. Bezpośredni test antyglobulinowy (DAT – direct antiglobulin test) wykrywa przeciwciała na powierzchni erytrocytów u znacznej części kotów z M. haemofelis, co potwierdza immunologiczny mechanizm hemolizy.

PCR – złoty standard diagnostyczny

PCR (łańcuchowa reakcja polimerazy) jest metodą z wyboru w diagnostyce hemoplazmozy kotów – charakteryzuje się wysoką czułością i swoistością, umożliwia identyfikację gatunku patogenu oraz jest jedyną metodą wiarygodną w fazie nosicielstwa. Amplifikowane są fragmenty genu 16S rRNA, pozwalające na różnicowanie M. haemofelis, Ca. M. haemominutum i Ca. M. turicensis.

PCR ilościowy (qPCR) pozwala na oznaczenie poziomu bakteriemii i monitorowanie odpowiedzi na leczenie. Próbką z wyboru jest krew obwodowa pobrana na EDTA, przy czym zaleca się pobranie próbek w ciągu kilku dni ze względu na cykliczność bakteriemii. Temperatura przechowywania próbki (-20°C do -80°C) istotnie wpływa na jakość materiału do badania PCR.

Ważnym ograniczeniem jest brak korelacji między wynikiem PCR a nasileniem klinicznym – koty z wysokim poziomem bacteriemii mogą być bezobjawowe, a koty z niską bakteriemią – prezentować ciężką anemię. Interpretacja wyniku zawsze wymaga uwzględnienia obrazu klinicznego i parametrów morfologicznych.

Rozpoznanie różnicowe

Niedokrwistość hemolityczna u kota wymaga przeprowadzenia szerokiego różnicowania etiologicznego. Hemoplazmozę należy różnicować z:

• Immunologiczną niedokrwistością hemolityczną (IMHA) – pierwotną lub wtórną
• Zakażeniem FIV i FeLV – mogącym bezpośrednio wywoływać anemię lub współistnieć z hemoplazmozą
• Niedoborem piruwatokynazy – genetyczna enzymopatiia erytrocytarna u kotów abisyńskich i somalijskich
• Niedoborem fosfofruktokinazy – rzadka enzymopatiia u kotów angora
• Zatruciem (paracetamol, propylotiouracyl, benzokaina) – wywołującym methemoglobinemię i hemolizę
• Babeszjozą i cytauksozoonozą – pierwotniakowymi chorobami erytrocytarnymi, rzadkimi w Polsce

Diagnostyka różnicowa wymaga jednoczesnego wykonania testu DAT, PCR w kierunku hemoplazm, testów FIV/FeLV oraz dokładnego wywiadu toksykologicznego i środowiskowego.

Leczenie przyczynowe

Lekiem pierwszego wyboru w hemoplazmowie kotów jest doksycyklina w dawce 5-10 mg/kg p.o. co 12-24 h przez minimum 4-6 tygodni. Doksycyklina jest tetracykliną o doskonałej penetracji tkankowej, skutecznie redukującą bakteriemię i objawy kliniczne. Należy pamiętać o ryzyku zwężenia przełyku przy podawaniu tabletek bez wody.

Alternatywą dla doksycykliny jest marbofloksacyna (2 mg/kg p.o. co 24 h) lub pradofloksacyna (5 mg/kg p.o. co 24 h) – fluorochinolony weterynaryjne wykazujące dobrą skuteczność przeciwko M. haemofelis. Enrofloksacyna jest stosowana rzadziej ze względu na ryzyko toksyczności siatkówki przy wyższych dawkach.

Istotnym ograniczeniem aktualnie dostępnych antybiotyków jest niemożność eliminacji stanu nosicielstwa – żaden ze stosowanych schematów nie zapewnia trwałej eradykacji hemoplazmy u wszystkich leczonych kotów. Po zakończeniu terapii bakteria przechodzi w fazę utajoną, wykrywalną jedynie metodą PCR.

Leczenie wspomagające

Leczenie wspomagające odgrywa kluczową rolę w stabilizacji klinicznej kota z ciężką niedokrwistością hemolityczną. Przy hematokrycie < 15-20% lub przy objawach dekompensacji krążeniowej (tachykardia, sinica, apatia, hipotermia) bezwzględnie wskazana jest transfuzja krwi lub przetoczenie koncentratu krwinek czerwonych.

Glikokortykosteroidy (prednizolon 1-2 mg/kg co 12-24 h) są wskazane przy potwierdzonym immunologicznym komponencie hemolizy (dodatni DAT) lub gdy niedokrwistość pogłębia się mimo antybiotykoterapii. Działają poprzez supresję fagocytozy zakażonych erytrocytów przez makrofagi śledziony i wątroby.

Uzupełniające leczenie wspomagające obejmuje: płynoterapię dożylną (wyrównanie odwodnienia, poprawa perfuzji tkankowej), suplementację potasu (hipokaliemia przy anoreksji), witaminę B12 i kwas foliowy (wsparcie erytropoezy) oraz leki przeciwwymiotne i stymulatory apetytu przy nasilonych objawach żołądkowo-jelitowych.

Rokowanie

Rokowanie w hemoplazmowie kotów zależy od nasilenia niedokrwistości, gatunku patogenu i obecności chorób współistniejących. U immunokompetentnych kotów bez chorób podstawowych zakażonych Ca. M. haemominutum rokowanie jest zazwyczaj dobre – większość przypadków ustępuje po właściwej terapii.

Zakażenie M. haemofelis u kotów immunosupresowanych (FIV+, FeLV+) lub młodych kociąt wiąże się z ostrożnym do poważnego rokowaniem – śmiertelność bez leczenia może sięgać 30%. Szybkie wdrożenie leczenia przyczynowego i wspomagającego istotnie poprawia wyniki.

Koty-nosiciele po wyzdrowieniu powinny być regularnie monitorowane i chronione przed czynnikami stresogennymi oraz immunosupresją, które mogą prowadzić do reaktywacji zakażenia. Należy je wykluczyć z puli dawców krwi, co ma kluczowe znaczenie dla bezpieczeństwa transfuzji weterynaryjnych.

Profilaktyka

Profilaktyka hemoplazmozy opiera się przede wszystkim na skutecznej kontroli pasożytów zewnętrznych – regularnym stosowaniu preparatów przeciwpchelnych i przeciwkleszczowych u wszystkich kotów wychodzących. Dostępne preparaty zawierające izoksazoliny, fipronil lub imidaklopryd są skuteczne w eliminacji wektorów transmisji.

Ograniczenie kontaktów z obcymi kotami – szczególnie agresywnych interakcji – zmniejsza ryzyko transmisji przez ugryzienia. W schroniskach i hodowlach zaleca się badanie PCR nowo przyjmowanych kotów przed wprowadzeniem do grupy, co minimalizuje ryzyko wprowadzenia zakażenia do populacji.

Badanie dawców krwi metodą PCR w kierunku wszystkich trzech gatunków hemoplazm jest bezwzględnym wymogiem przed każdym oddaniem krwi – stanowi to standard w weterynaryjnych bankach krwi i centrach transfuzjologicznych. Szczepionka przeciwko hemoplazmwe kotów nie jest aktualnie dostępna komercyjnie.

FAQ

Czy hemoplazmoza kotów może przenosić się na ludzi?

Nie ma udokumentowanych przypadków zakażenia ludzi hemotropowymi mykoplazmami kotów w warunkach naturalnych. Organizmy te uznawane są za gatunkowo swoiste. Opisywano sporadycznie hemoplazmy u ludzi immunosupresowanych, jednak były to inne gatunki niż kotowe.

Czy kot wyleczony z hemoplazmozy może ponownie zachorować?

Tak – ze względu na niemożność całkowitej eradykacji hemoplazmy aktualnie dostępnymi antybiotykami, wyleczony kliniczne kot pozostaje nosicielem. Reaktywacja zakażenia z powrotem objawowej choroby jest możliwa przy stresie, immunosupresji lub zakażeniu FIV/FeLV.

Jak szybko należy zacząć leczenie przy podejrzeniu hemoplazmozy?

Przy objawach ciężkiej niedokrwistości (silna bladość błon śluzowych, apatia, tachykardia) leczenie należy wdrożyć niezwłocznie – jeszcze przed uzyskaniem wyniku PCR – na podstawie obrazu klinicznego i morfologii krwi. Opóźnienie leczenia w ciężkich przypadkach może zagrażać życiu.

Czy badanie morfologiczne krwi wystarczy do potwierdzenia hemoplazmozy?

Nie – czułość rozmazu krwi wynosi jedynie 25-50%. Uwidocznienie organizmów na erytrocytach potwierdza zakażenie, jednak wynik ujemny go nie wyklucza. Standardem diagnostycznym jest PCR, który powinien być wykonany przy każdym podejrzeniu hemoplazmozy.

Czy hemoplazma może współistnieć z innymi chorobami u kota?

Tak – koinfektcje są częste i klinicznie istotne. M. haemofelis często współwystępuje z FIV, FeLV, bartonelozą i innymi patogenami przenoszonymi przez ektopasożyty. Każdy kot diagnozowany w kierunku hemoplazmozy powinien być równolegle testowany na FIV i FeLV.

Czy kasacja lub sterylizacja kota zmniejsza ryzyko hemoplazmozy?

Kastracja samców zmniejsza ryzyko zakażenia pośrednio – kastrat rzadziej angażuje się w walki z innymi kotami, które są istotną drogą transmisji przez ugryzienia. Efekt ten jest jednak mniejszy niż skuteczna ochrona przeciwpchelna, będąca fundamentem profilaktyki.

Piśmiennictwo

1. Tasker S. Haemotropic mycoplasmas: what’s their real significance in cats? J Feline Med Surg. 2010;12(5):369-381.
2. Sykes JE. Feline hemotropic mycoplasmosis (feline infectious anemia). Vet Clin North Am Small Anim Pract. 2010;40(6):1157-1170.
3. Willi B, et al. Worldwide occurrence of feline hemoplasma infections in wild felid species. J Clin Microbiol. 2007;45(4):1159-1166.
4. Roura X, et al. Prevalence of hemotropic mycoplasmas in healthy and unhealthy cats and dogs in Spain. J Vet Diagn Invest. 2010;22(2):270-274.
5. Westfall DS, et al. Inoculation of two genotypes of Hemobartonella felis (California and Ohio variants) to induce infection in cats and the response to treatment with azithromycin. Am J Vet Res. 2001;62(5):687-691.
6. Tasker S, et al. Use of real-time PCR to detect and quantify Mycoplasma haemofelis and Candidatus Mycoplasma haemominutum DNA. J Clin Microbiol. 2003;41(1):439-441.
7. Gentilini F, et al. Molecular characterization of Candidatus Mycoplasma turicensis infection in pet cats in Italy. J Feline Med Surg. 2009;11(11):910-917.
8. Dean RS, et al. Use of glucocorticoids for the treatment of feline haemoplasma infection. J Feline Med Surg. 2008;10(5):520-523.
9. Pennisi MG, et al. Hemotropic mycoplasmas in cats: ABCD guidelines on prevention and management. J Feline Med Surg. 2023;25(1):1098612X221142290.
10. Bergmann M, et al. Prevalence of Candidatus Mycoplasma haemominutum and Mycoplasma haemofelis in cats in Central Europe. Berl Munch Tierarztl Wochenschr. 2017;130(1-2):54-58.